Множественная миелома (ММ) — В-клеточная злокачественная опухоль, морфологическим субстратом которой служат плазматические клетки, продуцирующие моноклональный иммуноглобулин. Согласно версии классификации Всемирной организации здравоохранения (ВОЗ) 2017 г., термин «множественная миелома» заменен на термин «плазмоклеточная миелома». Между тем в 5-ом издании классификации гематолимфоидных опухолей ВОЗ от 2022 г. при обсуждении зрелых лимфоидных и гистиоцитарно-дендритно-клеточных новообразований был выработан Международный консенсус (International Consensus Classification of Mature Lymphoid Neoplasms), и эксперты решительно поддержали термин «множественная миелома», а не «плазмоклеточная миелома» [1]. Поэтому в статье использован главным образом хорошо известный специалистам-гематологам термин «множественная миелома».

Общепризнано, что мониторирование минимальной остаточной болезни (МОБ) при множественной миеломе, т. е. детекция миеломных клеток на субклиническом уровне после успешной противоопухолевой терапии, представляет собой важную задачу, позволяющую более глубоко оценить эффективность терапии, получить значимую прогностическую информацию в отношении общей выживаемости (ОВ) и выживаемости без прогрессии (ВБП) больных ММ и служит определяющим критерием степени эрадикации опухолевого клона. В связи с этим постоянно совершенствуются методы выявления остаточных опухолевых клеток, обновляются категории определения глубины ответа в соответствии с уровнем МОБ [2–4].

В последние годы методы обнаружения МОБ быстро развивались, их чувствительность и применимость значительно расширились. Для повышения чувствительности детекции миеломных клеток были разработаны новые высокопроизводительные методы оценки аспиратов костного мозга (КМ), включая многопараметрическую проточную цитометрию (МПЦ), аллель-специфичную олигонуклеотидную качественную полимеразную цепную реакцию и секвенирование нового поколения (NGS). Эти методы дают возможность проводить быстрое исследование от нескольких тысяч до миллиона клеток КМ или соответствующего количества ДНК за один тест и позволяют выполнять количественную оценку остаточных опухолевых клеток в КМ.

Известно, что и у пациентов, достигших МОБнегативного статуса (МОБ(-)), неизбежно развитие рецидива, при этом у части пациентов невозможно выявить опухолевые клетки методом как МПЦ, так и ПЦР, что свидетельствует о необходимости дальнейших усилий по стандартизации и улучшению диагностики МОБ.

Более низкая величина предельного уровня (cutoff) выявления МОБ при чувствительных видах анализа, таких как NGS или высокочувствительная МПЦ, будет способствовать дальнейшему улучшению возможностей прогнозирования заболевания [5, 6]. Так, с использованием метода NGS и выделением трех групп пациентов с учетом времени до прогрессирования (ВдП) было показано, что пациенты с высоким (< 10^–3), промежуточным (10^–3–10^–5) и низким (> 10^–5) уровнем МОБ характеризовались значительными различиями в величине ВдП (27, 48 и 80 месяцев соответственно) [5]. Таким образом, 10^–5 на настоящий момент, как правило, расценивают как целевой предельный уровень для определения МОБ-негативного статуса.

В 2016 г. международной рабочей группой по изучению миеломы (International Myeloma Working Group, IMWG) опубликованы следующие критерии МОБ(–)-статуса [7]:

• устойчивый МОБ(–)-статус, т. е. МОБ-негативность клеток КМ с использованием NGF и/или NGS и визуализации с использованием позитронно-эмиссионной и компьютерной томографии (ПЭТ-КТ), сохраняющаяся в течение года;
• МОБ-негативность при использовании проточной цитометрии, т. е. отсутствие клональных плазматических клеток (ПК) с аберрантным фенотипом по результатам NGF в аспиратах КМ с использованием стандартной операционной процедуры EuroFlow для обнаружения МОБ (или эквивалентного валидированного метода) с минимальной чувствительностью 10^–5 или выше;
• МОБ-негативность при использовании метода секвенирования — отсутствие клональных ПК при NGS аспиратов КМ, в которых присутствие клона определяется как менее двух одинаковых считываний, полученных после секвенирования ДНК аспиратов КМ с минимальной чувствительностью 10^–5 или выше;
• МОБ-негативность по результатам NGF или NGS плюс исчезновение каждой области повышенного поглощения индикатора, обнаруженной на исходном уровне или предшествующей ПЭТ-КТ, или снижение до меньшего, чем SUV средостения, или снижение до меньшего, чем в норме.

Цель данного обзора — провести сравнительный анализ преимуществ, ограничений, недостатков и клинической значимости современных методов определения МОБ с описанием оптимального выбора того или иного метода в различных клинических ситуациях.

Методы оценки МОБ при множественной (плазмоклеточной) миеломе

Серологические методы определения опухолевого клона

Для диагностики и мониторирования опухолевой нагрузки при ММ используют определение свободных легких цепей (СЛЦ) в сыворотке и в моче [8]. В настоящее время определение сывороточных κ и λ СЛЦ стало частью рутинных клинических анализов, в особенности для диагностики и наблюдения за пациентами с несекретирующей и олигосекретирующей миеломой и AL-амилоидозом [9].

Еще в 2006 г. международная группа IMWG включила нормализацию уровня СЛЦ и отсутствие в биоптатах КМ пациентов с ММ клональных миеломных клеток, определяемых с помощью иммуногистохимии и/или иммунофлюоресценции, в качестве дополнительных требований при определении более строгих критериев полного ответа (ПО) [10]. Соотношение СЛЦ при постановке диагноза служит независимым прогностическим фактором агрессивности заболевания [11], а также способствует улучшению стратификации на группы риска [12]. Однако взгляды относительно включения СЛЦ в качестве рутинного метода мониторирования МОБ у пациентов с ММ остаются противоречивыми, поскольку в некоторых исследованиях приводят противоположные результаты, даже в отношении ответа на терапию [13-15]. Так, показано, что нормализация уровня СЛЦ не была ассоциирована с увеличением выживаемости у пациентов с ПО, установленным по традиционным критериям. Кроме того, высказано предположение, что определение СЛЦ следует заменить на определение тяжелых цепей и считать их в большей степени суррогатным маркером восстановления иммунной системы, нежели средством мониторирования МОБ, и СЛЦ нельзя расценивать как достоверный метод оценки МОБ при миеломе, хотя соотношение СЛЦ включено в критерии оценки ответа.

Морфологическое исследование

Морфологическое исследование КМ — наиболее часто используемый метод определения опухолевой нагрузки при ММ. Самостоятельное прогностическое значение микроскопического исследования КМ показано в ряде крупных исследований [16, 17], однако его чувствительность ограничена количеством клеток, подлежащих оценке, а также вариабельностью условий забора образца.

Методы визуализации

В отличие от многих других гематологических заболеваний, характер инфильтрации КМ клетками ММ может быть различным в зависимости от варианта заболевания и места взятия пробы, а разведение аспиратов КМ периферической кровью может приводить к ложноотрицательным результатам. Эти проблемы, наряду с возможностью экстрамедуллярных (ЭМ) поражений, приводят к сложностям и неоднозначностям в интерпретации результатов всех методов, где для оценки МОБ используют КМ. Поэтому МОБ(–)-результаты могут быть ложноотрицательными. Применение альтернативных методов, таких как методы визуализации [18, 19], мониторирование клоногенных клеток-предшественников ММ [19, 20] или циркулирующих опухолевых миеломных клеток может дать дополнительную информацию о наличии МОБ [2]. Чувствительные методы визуализации — надежное средство оценки ЭМ поражений малой величины ввиду высокой частоты ЭМ рецидивов при ММ. Магнитно-резонансная томография (МРТ) — наиболее чувствительный неинвазивный метод для выявления очагов в костях скелета и оценки распространенности и природы поражения мягких тканей и типа инфильтрации КМ. Этот метод показан в том числе при моноклональных гаммапатиях неопределенного значения (MGUS) и тлеющей миеломе, так как выявляет очаги размером 5 мм и, таким образом, уточняет прогрессию опухолевого процесса. Однако при наличии некроза и воспаления очаговые поражения могут оставаться сверхинтенсивными как у ответивших, так и у не ответивших на терапию пациентов, поэтому заключение о достижении ПО на основании результатов МРТ бывает невозможно сделать однозначно.

Тогда как МРТ не позволяет правильно оценить активные очаги при миеломе после терапии, визуализация с помощью позитронно-эмиссионной томографии (ПЭТ) доказала свою прогностическую значимость [18, 21] и может быть наиболее эффективным средством мониторирования МОБ при ММ. Специфическое достоинство ПЭТ — это способность выявлять как костномозговые, так и ЭМ очаги поражения, дифференцировать активные опухолевые и некротические ткани. Несмотря на широкое использование метода ПЭТ/КТ, сочетающего томографию и изотопный метод, существует ряд проблем: не у всех пациентов с ММ наблюдают выявляемые очаги (ПЭТ-авидные), и интерпретация данных осложняется гетерогенностью критериев визуализации и недостаточной воспроизводимостью у разных исследователей. Кроме того, ПЭТ/КТ не всегда достаточно информативна ввиду таких недостатков, как предел пространственного разрешения в 0,5 см и вероятность ложноотрицательных результатов при очень низком поглощении фтордезоксиглюкозы. При повторных исследованиях необходимо учитывать уровень радиационного облучения — более высокий по сравнению с рентгенографией и КТ [22, 23].

При оценке результативности терапии более специфичную ПЭТ/КТ с фтордезоксиглюкозой (18F-ФДГ) считают эталонным методом визуализации. Сохранение значительного аномального захвата ¹⁸F-ФДГ после лечения служит независимым негативным прогностическим фактором, и данный метод представляет собой важный инструмент для выявления МОБ перед началом поддерживающей терапии. Определение полного метаболического ответа при ПЭТ недавно было стандартизировано, а критерии интерпретации гармонизированы. Отмечены многообещающие результаты использования инновационных радиофармацевтических препаратов, таких как малые молекулы, нацеленные на хемокиновые рецепторы CXCR4, и меченные радиоактивным изотопом антитела к CD38, в качестве потенциальных тераностиков, являющихся одновременно диагностическими и противоопухолевыми средствами [24].

Аллель-специфичная олигонуклеотидная ПЦР (АСО-ПЦР)

Развитие рецидива у пациентов с ММ означает, что не все клоногенные злокачественные клетки были уничтожены и персистируют не выявленные вышеописанными методами остаточные опухолевые клетки. В связи с этим важно более точное мониторирование в ремиссии и рецидиве с помощью молекулярно-биологических методов, в том числе АСО-ПЦР и количественной ПЦР (полимеразной цепной реакции) в реальном времени (ПЦР-РВ). Гипервариабельный регион реаранжировки генов тяжелых цепей иммуноглобулинов (IgH) используют как опухолевый маркер для детекции МОБ при ММ. Его определение и анализ последовательности требуют разработки аллель-специфичных олигонуклеотидных праймеров и определенного дизайна зондов [25].

Метод АСО-ПЦР для идентификации клональных реаранжировок IgH позволяет определять очень малые количества опухолевых ПК с чувствительностью 1 × 10^–5. В отличие от предшествующих качественных или полуколичественных методов ПЦР, метод АСО-ПЦР позволяет проводить точную количественную оценку МОБ. Он включает изготовление праймеров, комплементарных связывающему (junctional) региону реаранжированных генов IgH и используемых для исследования образцов КМ в различные сроки для определения глубины ответа, что требует наличия первоначального (полученного до начала лечения) диагностического образца.

Среди преимуществ ПЦР-методов детекции МОБ — их чувствительность, точность, воспроизводимость, потребность в небольших количествах ДНК, незаменимость при выполнении ретроспективных исследований. В то же время они более сложные, дорогостоящие, занимают больше времени и позволяют выявлять только исходный опухолевый клон. Тем не менее детекцию опухолевых маркеров при помощи ПЦР широко применяют для клинического исследования пациентов при установлении раннего рецидива или определении опухолевой контаминации гемопоэтических стволовых клеток (ГСК) при аутологичной трансплантации (аутоТГСК). Таким образом, при использовании полностью специфичных для пациента праймеров/зондов метод АСО-ПЦР эффективен у > 90% пациентов с ММ, позволяя выявлять динамические изменения МОБ при аутоТГСК, несмотря на ПО, установленный общепринятыми методами [26].

NGS

Для оценки МОБ при злокачественных лимфоидных неоплазиях также используют метод NGS — количественный метод, основанный на применении консенсусных праймеров для универсальной амплификации с секвенированием всех реаранжированных сегментов генов Ig, присутствующих в клональных миеломных клетках [5, 27]. Метод NGS показал применимость более чем в 90% случаев и чувствительность ≤ 10^–6. Он может использоваться во многих лабораториях, так как основан на автоматизированном анализе данных и не требует экспертной интерпретации (знания характеристик опухолевого клона), и на результаты молекулярных методов исследования не оказывают влияния генетическая гетерогенность и изменение клональности злокачественных клеток в процессе лечения. Результаты NGS могут быть также интерпретированы для идентификации субклонов и клональной эволюции на стадии МОБ [4]. Однако требуется дополнительная валидация для доказательства и подтверждения применимости данного метода при стратификации пациентов на группы риска.

МПЦ

На настоящий момент МПЦ служит одним из основных способов диагностики злокачественных новообразований и позволяет выявлять злокачественные ПК в КМ по аберрантной экспрессии поверхностных маркеров приблизительно у 90% пациентов. Шестицветная МПЦ обладает чувствительностью 1 × 10^–4 миеломных клеток, использование восьми и более цветов или маркеров повышает чувствительность (до 1 × 10^–6 опухолевых клеток) и специфичность метода. Метод также позволяет дифференцировать экспрессию легких κ или λ цепей Ig (IgL) [28, 29]. За последние годы чувствительность МПЦ возросла до ≥ 10^–5 благодаря одновременной оценке 8 и более маркеров в одной пробирке, позволяя определять аберрантные фенотипы ПК для оценки МОБ при подсчете достаточного числа клеток (≥ 5 × 10⁶) [30–32]. Создание проточных цитофлуориметров, позволяющих детектировать до 30 маркеров одновременно, привело к увеличению числа флуорохромов, которые могут использовать в одной пробирке, а также количества исследуемых клеток.

МПЦ также позволяет оценить роль опухолевого микроокружения при плазмоклеточных заболеваниях [33] и идентифицировать возможные терапевтические мишени на злокачественных ПК [34].

Описано много поверхностных маркеров, позволяющих отличать опухолевые ПК от нормальных. Наиболее часто используют CD138, CD38, CD45, CD56, CD19 и цитоплазматические κ и λ легкие цепи Ig. Дополнительными диагностическими маркерами, многие из которых характеризуются аберрантной экспрессией на ПК, служат CD20, CD27, CD28, CD81, CD117 и CD200 [35]. При терапии моноклональными антителами против CD38 или CD138 полезными могут оказаться CD54, CD229, CD319. Однако гетерогенность экспрессии этих маркеров и различия в количестве исследуемых событий и стратегии анализа создают сложности и противоречия при интерпретации результатов, полученных в ходе различных исследований [36].

Значение МПЦ подтверждено при прогнозировании результатов аутоТГСК. По данным многих исследователей, МПЦ МОБ(–)-статус на 100-й день у пациентов, получивших аутоТГСК, представляет собой один из наиболее важных предикторов исхода заболевания и ассоциирован со статистически значимым улучшением показателя ВБП вне зависимости от цитогенетических характеристик [6, 37, 38].

По данным исследования, из пациентов после аутоТГСК с поддерживающей терапией леналидомидом в течение года у 58% обследованных удалось достичь ПО, из них 68% были МОБ(–) по результатам МПЦ. Трехлетняя ВБП составляла 77%, а ОВ — 100%. Ни у одного из пациентов, достигших МОБ(–)-статуса, не было рецидива после достижения медианы 39 месяцев [35].

Однако метод МПЦ имеет ряд ограничений: требования, предъявляемые к качеству исследуемых образцов КМ, отсутствие стандартизации протоколов МПЦ и вариабельность чувствительности метода, состав панелей моноклональных антител и качество выполнения в различных лабораториях [39]. Кроме того, методы МПЦ первого поколения не обладают такой чувствительностью, как АСО-ПЦР и NGS.

МПЦ нового поколения (next-generation flow)

Учитывая вариабельность методики выполнения МПЦ, для единообразия критериев установления МОБ требуется выработка консенсуса [40]. Консорциумом EuroFlow и IMWG разработаны более чувствительные методы с новым дизайном и подсчетом большего числа клеток — МПЦ нового поколения (next-generation flow, NGF). Разработана валидированная восьмицветная панель антител для диагностики ММ: 1-я пробирка — CD45/CD138/CD38/ CD56/β₂ микроглобулин/CD19/cyIgkappa/cyIglambda, 2-я пробирка — CD45/CD138/CD38/CD28/CD27/CD19/CD117 [41], где используют четыре базовых маркера (CD38, CD138, CD45, CD19) и восемь дополнительных для последующих идентификации, подсчета и характеристики опухолевых ПК. Данный способ позволяет одновременно анализировать до 10⁶ клеток. Разработаны также программные алгоритмы для автоматической идентификации клональных ПК (т. е. МОБ) в образцах КМ.

Метод NGF получил одобрение IMWG в качестве эталонного для установления иммунофенотипических ПО при ММ и достигает чувствительности 2 × 10^–6, превосходя предыдущие протоколы МПЦ (10^–4–10^–5), но сильно зависит от точной идентификации патологического иммунофенотипа, что требует высокого уровня квалификации специалиста [42].

Показано также, хотя и на основании небольшого количества данных, что метод NGF превосходит NGS [40]. Оценка МОБ через три месяца после аутоТГСК у пациентов с ММ методом NGS (LymphoTrack®) в сравнении с результатами NGF (EuroFlow) показала, что использование различных образцов КМ повлияло на применимость оценки МОБ с предпочтением NGF, однако корреляция между NGS и NGF была высокой (r  = 0,905). Трехлетняя ВБП при использовании методов NGS и NGF была выше у МОБ-негативных пациентов по сравнению с МОБположительными (NGS: 88,7 против 56,6%; NGF: 91,4 против 50%; p  < 0,001 для обоих сравнений), что привело к преимуществу трехлетней ОВ (NGS: 96,2 против 77,3%; NGF: 96,6 против 74,9%, p  < 0,01 для обоих сравнений). В модели регрессии Кокса МОБ-негативность в NGS и NGF имела схожие результаты, но предпочтение отдавали последнему в отношении ВБП (ОР: 0,20, 95% ДИ: 0,09–0,45, p  <  0,001) и ОВ (ОР: 0,21, 95% ДИ: 0,06–0,75), p  =  0,02). Полученные результаты показывают, что по чувствительности МПЦ может приближаться к молекулярным методам [43].

С использованием NGF мы можем сегодня войти в новую фазу количественной оценки остаточной болезни, перейдя от определения «минимальной» к «измеримой» остаточной болезни [44].

Применение лечебных препаратов на основе антител к CD38, таких как даратумумаб [45], которые снижают экспрессию антигена CD38 на ПК, также привело к необходимости поиска альтернативных маркеров идентификации нормальных или неопластических ПК. Для этой цели оказались информативными маркеры CD269, CD319, CD229 и CD54, позволяющие идентифицировать ПК в более «сложных» образцах, включая долго хранившиеся [29]. Следует отметить, что на результаты NGS терапия моноклональными антителами не оказывает такого влияния.

Сравнение методов

Каждый из описанных методов оценки МОБ (основанный на фенотипе ПК и/или генотипе) обладает как преимуществами, так и недостатками, которые следует учитывать (см. таблица).

Проведен сравнительный анализ применимости, чувствительности и прогностической значимости метода АСО-ПЦР и МПЦ для оценки МОБ у 170 пациентов с ММ, достигших хотя бы частичного ответа на терапию [46]. Отсутствие выявления клональности (18%), неудачи при секвенировании (10%) и субоптимальные характеристики результатов АСО-ПЦР (30%) ограничили применимость ПЦР до 42% случаев. При сравнении оценки МОБ с помощью ПЦР и МПЦ наблюдали значимую корреляцию результатов обоих методов (r = 0,881). Среди пациентов с полным ответом по результатам ПЦР выделили две группы риска с различной длительностью ВБП (49 vs. 26 месяцев, p = 0,001) и ОВ (не достигнуто vs. 60 месяцев, p = 0,008). Обладая менее широкой применимостью по сравнению с МПЦ, метод АСО-ПЦР тем не менее позволяет оценивать эффективность терапии и проводить стратификацию больных ММ на группы риска [46].

В свете появления новых подходов к терапии ММ и новых препаратов проведено сравнение способности этих методов прогнозировать результат лечения [47]. Оба они дали практически идентичные кривые выживаемости с очень высокими прогностическими значениями при оценке МОБ как у интенсивно, так и не интенсивно леченных пациентов, что подтверждает значимость обоих методов для прогноза результатов терапии. Однако ЭМ рецидивы далеко не всегда выявляют обоими методами.

Таким образом, АСО-ПЦР и МПЦ представляют собой надежные методы для мониторирования эффективности лечения, позволяющие с высокой вероятностью прогнозировать исход как у пациентов после аутоТГСК, так и у не получавших трансплантацию лиц. Метод АСОПЦР обладает большей чувствительностью, однако МПЦ используют чаще. МПЦ следует рассматривать как метод выбора при оценке МОБ при ММ, а молекулярные методы можно считать дополнительным инструментом до тех пор, пока не будет продемонстрировано их сравнительное преимущество [48].

Метод ПЦР-РВ обладает большей чувствительностью по сравнению с МПЦ, тогда как МПЦ более простой и быстрый, они могут взаимно дополнять друг друга при оценке МОБ у больных ММ. Показана достоверная корреляция между выявлением МОБ у пациентов с ММ методом ПЦР-РВ и экспрессией CD138 [49].

По результатам исследования RV-MM-EMN-441 у пациентов, получивших консолидацию в виде аутоТГСК, величина МОБ ниже, чем у получавших курс циклофосфамид + леналидомид + дексаметазон. Прогрессия МОБ предшествовала клиническим проявлениям рецидива с медианой девять месяцев, а биохимическим признакам рецидива — с медианой четыре месяца. Выявление МОБ как методом МПЦ, так и ПЦР-РВ позволило идентифицировать группу низкого риска и лучше охарактеризовать эффект терапии [50].

Идеальный метод выявления МОБ должен обладать рядом необходимых характеристик, в числе которых: высокая применимость (возможность использования у большинства пациентов), высокая чувствительность и специфичность, хорошая возможность выполнения (результаты могут быть получены у большинства пациентов), доступность, небольшая продолжительность, потребность в небольшом объеме исследуемого образца, который хорошо поддается транспортировке, воспроизводимость, доказанная клиническая значимость и экономическая эффективность. Существенный недостаток молекулярного метода, основанного на секвенировании, состоит в потребности в наличии исходного образца для установления опухоль-специфичных последовательностей. В настоящее время не существует методов, которые бы полностью удовлетворяли этим идеальным критериям, однако методы NGS и NGF соответствуют большинству из них [5, 27, 51].

Выявление МОБ в периферической крови

Клональные ПК при ММ обычно локализуются в КМ, однако небольшие их количества можно определять чувствительными методами в периферической крови у большинства пациентов с ММ. Наличие циркулирующих опухолевых клеток ассоциировано с меньшей ВБП и худшей ОВ. Так, при исследовании ПК в периферической крови методом МПЦ у ранее получавших лечение пациентов с ММ ни у одного из достигших ПО не было выявлено циркулирующих ПК при первичном исследовании, тогда как у пациентов с развившимся рецидивом эти клетки присутствовали [52].

Молекулярно-генетические методы также используют для выявления малых количеств циркулирующих опухолевых клеток в периферической крови. Показано, что, хотя по результатам АСО-ПЦР уровень МОБ в периферической крови был значительно ниже по сравнению с КМ, пациенты после аутоТГСК с негативными результатами АСО-ПЦР через три месяца характеризовались большей бессобытийной выживаемостью (медиана 15 месяцев vs четыре месяца) и ОВ (медиана 52 месяца vs 17 месяцев) [53]. Мониторирование клонотипических клеток в периферической крови методом секвенирования способствовало раннему выявлению рецидива ММ. Результаты другого исследования с применением АСО-ПЦР показали возможность выявления клонов миеломных клеток с частотой менее одной клетки на 10⁶ лейкоцитов. При этом удалось выявить миеломные клетки в периферической крови у 96% пациентов [54]. Несмотря на наличие корреляции между величиной ММ-клона при параллельном исследовании образцов КМ и периферической крови, ни у одного из пациентов в описываемых исследованиях не удалось достичь полной ремиссии. В ряде работ оценивали ДНК циркулирующих клеток для выявления небольших количеств остаточных опухолевых клеток, что позволяет также отслеживать отдельные опухолевые клоны [55, 56].

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Учитывая значимость определения МОБ-статуса у больных ММ в условиях появления новых препаратов, совершенствования программ трансплантации ГСК и улучшения результатов терапии в целом, особенно важным становится использование в клинической практике наиболее чувствительных и информативных методов выявления остаточных опухолевых клеток.

Идеальный метод мониторирования МОБ должен идентифицировать патологические плазматические клетки с помощью чувствительного, прогностического, неинвазивного, стандартизированного, экономически эффективного и доступного подхода. Наряду с эволюцией иммунологических подходов существует множество новых постоянно разрабатываемых дополнительных путей выявления остаточных опухолевых клеток в костном мозге и за его пределами.

Методы визуализации, такие как ПЭТ-КТ или МРТ, позволяют выявить остаточное заболевание, включая костномозговые и экстрамедуллярные очаги. При этом недавние исследования показывают, что диффузионновзвешенная МРТ всего тела (WB-DWI-MRI) может обеспечить лучшую оценку МОБ, чем ПЭТ-КТ с ФДГ [57]. NGS с секвенированием локусов IgH/IgK/IgL для выявления реаранжировок гена Ig в клетках ММ становится важным методом выявления МОБ. Данные NGS могут быть дополнительно интерпретированы для идентификации субклонов, клональной эволюции и роста отдельных клонов на стадии МОБ. Параллельно с другими клиническими оценками следует проводить исследования МОБ в образцах костного мозга с использованием проверенных и стандартизированных процедур, обладающих высоким порогом чувствительности, в идеале 10^–6, которые в настоящее время включают NGF и NGS.

Основываясь на анализе плюсов и минусов каждого метода обнаружения МОБ, можно заключить, что в целом, по чувствительности NGS или NGF > МПЦ > АСО-ПЦР, а по применимости — МПЦ или NGF > NGS > АСО-ПЦР, так как метод АСО-ПЦР требует наличия диагностических образцов для идентификации последовательностей клонотипов, специфичных для пациента [4].

Объединение методов NGF, NGS и ПЭТ-КТ для комплексного выявления МОБ ММ — перспективная тенденция, поскольку сочетание интрамедуллярного отрицательного результата МОБ, определяемого с помощью МПЦ или NGS, и экстрамедуллярного отрицательного результата по WB-DWI-MRI или ПЭТ-КТ может обеспечить более точную оценку глубокой ремиссии [58]. В настоящее время на стадии лабораторных и доклинических исследований находятся такие новые методы, как матричная лазерная десорбция/ионизация- масс-спектрометрия, высокоэффективная жидкостная хроматография-масс-спектрометрия, определение циркулирующей внеклеточной ДНК и секвенирование РНК на уровне одной клетки [59, 60]. Включение в программы обследования больных ММ новых альтернативных методов может кардинально изменить оценку МОБ MM в будущем.